En el contexto del manejo integrado de plagas y enfermedades asociadas a los frutales y a los cerezos en particular, la herramienta más relevante es el monitoreo, cuyos objetivos son: detectar precozmente la presencia y abundancia de plagas y enemigos naturales, determinar los estadios presentes (huevos, larvas, ninfas, pupas y/o adultos), la ubicación de los insectos y ácaros, en la planta y su distribución en el huerto.
Toda la información proveniente del monitoreo es de vital importancia para la toma de decisiones de manejo de las plagas.
Manejar información sobre el estadio de de las plagas, permite determinar el momento de mayor susceptibilidad de ellas, para lograr un mejor efecto de control . Por otra parte, el monitoreo de plagas, debe ser complementado con información del huerto, como el estado fenológico del cultivo, la presencia de malezas y otras especies de flora circundante y los artrópodos que pueden estar asociados a dichas plantas.
Otro aspecto importante es que el monitoreo de insectos u otro tipo de plagas no sólo ayuda a prevenir este problema. También, en ciertos casos, nos complementan los manejos para enfermedades, por ejemplo, la presencia de ciertos insectos como escamas o escolítidos facilitan la entrada de hongos de madera.
Otros como Drosophila suzukii son portadores de levaduras y bacterias que inician pudriciones ácidas en frutas y en especial en cerezas, de esta forma el monitoreo como herramienta de manejo integrado basados en control es absolutamente necesario para la generación de huertos sostenibles.
Dentro de los aspectos importantes a considerar para un monitoreo efectivo están:
- Tener personal capacitado y que éste tenga el material necesario (lupa de mano al menos 10x y planillas para registro).
- Realizarlo de forma periódica y con un protocolo ajustado al huerto.
- Es relevante llevar el registro de los datos de campo y realizar el análisis para tomar decisiones de manejo oportunas y adecuadas.
A continuación, se indican las plagas de importancia económica asociadas a los cerezos y se señalan algunos aspectos a considerar para realizar un buen y efectivo monitoreo de ellas.
Mosca de las alas manchadas: Drosophila suzukii
El período crítico de ataque de Drosophila suzukii (Fotografía 1) es cuando realiza la ovipostura sobre los frutos (fotografía 2), desde el cambio de color pajizo en adelante, durante 2 a 3 semanas.
El monitoreo más eficiente es la inspección de fruta. Se sugiere revisar alrededor de 100 frutos/ha al azar, proceso relativamente rápido y que permite tener una muy buena aproximación del estado de la plaga.
Paralelamente, desde el inicio de la temporada (septiembre) se pueden usar trampas con atrayentes de fermentación o cebos sintéticos, para detección temprana en el área.
Trips de California: Frankliniella occidentalis
El período más importante de monitoreo del Trips de California (Fotografía 3) es entre floración y cuaja. Es importante determinar las densidades de trips en los ramilletes florales desde el inicio de la floración con el fin de tomar oportunamente las decisiones de manejo.
Estas densidades de trips se monitorean sacudiendo los ramilletes florales sobre una hoja de papel contabilizando los insectos que caen y observando los frutos desde la cuaja. En cada cuartel se sugiere muestrear en 20 a 25 árboles/cuartel (4 a 5 ramilletes florales/árbol), distribuidos al azar.
Scale of Saint Joseph, Diaspidiotus perniciosus
El monitoreo se realiza revisando ramillas en busca de ninfas migratorias, adultos, ninfas vivas (Fotografía 5). Esta escama presenta de dos a tres generaciones de ninfas migratorias, entre octubre y noviembre y abril (dependiendo de la zona productiva). En cada cuartel se sugiere muestrear en 20 árboles/cuartel, distribuidos al azar, revisando 10 ramillas/árbol.
Complementariamente se pueden utilizar trampas de feromonas (disponibles comercialmente), las cuales permiten detectar vuelos de machos asociados a la migración de ninfas.
Escama morada o escama coma, Lepidosaphes beckii
Esta escama presenta al menos dos generaciones traslapadas por temporada, lo cual significa que durante la temporada se pueden encontrar todos los estadios presentes (Fotografía 6). El monitoreo de esta escama se realiza en las ramillas de 1 a 3 años, en las cuales se debe determinar la presencia de individuos vivos de los diferentes estadios. En cada cuartel se sugiere muestrear en 20 árboles, revisando 10 ramillas en cada uno.
Burrito de la vid, Naupactus xanthographus
Dado el comportamiento del burrito, donde la mayor parte de su ciclo lo realiza en el suelo (desde el estado de larva a adulto), el monitoreo se realiza de forma distinta dependiendo del estadio a monitorear.
Monitoreo de larvas (fotografía 7): realizar calicatas (10 calicatas por cuartel), cada una de 35x35x45 cm de profundidad, en cada una registrar el número de larvas, pupas y adultos pre emergentes
Monitoreo de adultos (fotografía 8): este se realiza en el follaje, monitoreando en 15 a 20 plantas por cuartel distribuidas al azar. Tradicionalmente se coloca sobre el suelo una lámina de polietileno de 3 por 1,5 metros a ambos lados de la planta, con el fin de recibir y contar los adultos que caen al golpear el follaje de la planta con un mazo de goma.
Arañita roja europea, Panonychus ulmi y arañita bimaculada, Tetranychus urticae
El monitoreo de la arañita roja europea, se debe realizar en ramillas, a salidas de invierno para la observación de huevos y estados móviles (ninfas y adultos) en el haz de las hojas, desde la primavera en adelante. En esta misma época (primavera -verano) se debe realizar el monitoreo de la arañita bimaculada observando huevos y móviles en las hojas. Para el monitoreo revisar al menos 20 árboles por cuartel, observando 10 hojas y/o ramillas (dependiendo la época y plaga).
En la siguiente tabla, se indica las estructuras de la planta, daño asociado, la (s) época(s) más relevantes de monitoreo de las plagas de importancia económica asociadas a los cerezos.
Al igual que artrópodos plagas, los patógenos también deben ser monitoreados, para mejorar y optimizar las oportunidades de control. Hoy, gracias a técnicas como qPCR, casi en tiempo real podemos conocer la cantidad de inóculo que existe en tejidos críticos, como flores o frutos, lo que nos ayuda a entender si hay algún riesgo de infección, donde la probabilidad de que ese inóculo se transforme en pudrición sea alta debido a abundancia. Este tipo de monitoreos se realiza en pre y postcosecha.
En el actual período muestreamos frutos, desde color pajizo, con el objetivo de conocer poblaciones de Botrytis, Geotrichum and Alternaria, todos hongos capaces de producir pudriciones que terminan en rechazos de fruta por parte de nuestros clientes. En la postcosecha, superficies de línea de embalaje, frigoríficos y lo más importante aguas de transporte para el calibrado de la cereza, deben estar frecuentemente siendo chequeadas para los mismos hongos de campo, pero además sumamos Penicillium y Levaduras, como marcadores contaminaciones.
La actual temporada, debido a una primavera errática, es particularmente compleja en términos fitopatológicos, por lo que el monitoreo debe ser parte obligada para establecer una producción sostenible y de alta calidad/condición de nuestra fruta.
Literatura consultada:
– Devotto L. (2025). Drosophila suzukii: Cómo realizar un manejo estratégico ante su amenaza silenciosa en la cosecha de cerezos (entrevista). Disponible en:
– Fuentes E. (2021) Plagas cuarentenarias del cerezo. Disponible en:
– Fuentes E. (2024). Eduardo Fuentes: Una mirada a las principales plagas del cerezo. Disponible en:
– PDT Cerezos. (2010). Guía de plagas y enfermedades del cerezo. Disponible en: http://www.fdf.cl/biblioteca/publicaciones/2010/archivos/Guia_Plagas_Enf_Cerezos.pdf
– Prado E. (1990) Plagas del cerezo. https://biblioteca.inia.cl/server/api/core/bitstreams/1dd20970-a335-4645-8ffb-234a5f11bad9/content
– Ripa, R., Luppichini, P. (2010). Manejo de Plagas del Nogal. Colección libros INIA Nº 25. Ministerio de Agricultura. 116 p.
– Ripa, R., Luppichini, P. (2010). Manejo de Plagas de la Vid. Colección libros INIA Nº 25. Ministerio de Agricultura. 145 p.
